Rekomendacje Polskiego Klubu Dostępu Naczyniowego dotyczące obsługi portów dożylnych

Młynarski Rafał, Misiak Małgorzata, Leś Jarosław, Fenikowski Dariusz

Prezentowana praca jest wynikiem dyskusji przeprowadzonej przez Uczestników VIII Sympozjum Port dożylny – implantacja, pielęgnacja, powikłania, które odbyło się w Lublinie 26 września 2015 roku.

Awgucewicz Jolanta Wojskowy Instytut Medyczny CSK MON ul. Szaserów 128, 04-141 Warszawa
Dilling Monika Szpital Morski im PCK ul. Powstania Styczniowego 1, 81-519 Gdynia
Duraj Marian Szpital MSW w Katowicach ul. Głowackiego 10, 40-052 Katowice
Fenikowski Dariusz Szpital Proszowice ul. Kopernika 13, 32-100 Proszowice
Grudzień Paweł Specjalistyczny Szpital im. E. Szczeklika w Tarnowie ul. Szpitalna 13; 33-100 Tarnów
Grzesiak Joanna Wojskowy Instytut Medyczny CSK MON ul. Szaserów 128, 04-141 Warszawa
Janc Jarosław Samodzielny Publiczny Szpital Kliniczny nr 1 we Wrocławiu ul. Chałubińskiego 1a, 50-368 Wrocław
Januszewski Piotr Wojewódzki Szpital Specjalistyczny im. NMP w Częstochowie ul. Bialska 104/118, 42-200 Częstochowa
Kłobukowski Wojciech Wojewódzki Szpital Zespolony w Lesznie ul. Kiepury 45, 64-100 Leszno
Kotusiewicz Dorota Wojewódzki Szpital Specjalistyczny im. NMP w Częstochowie ul. Bialska 104/118, 42-200 Częstochowa
Leś Jarosław Wojskowy Instytut Medyczny CSK MON ul. Szaserów 128, 04-141 Warszawa
Madoń Joanna Świętokrzyskie Centrum Onkologii ul. Artwińskiego 3, 25-734 Kielce
Madziara Wojciech Górnośląskie Centrum Zdrowia Dziecka w Katowicach ul. Medyków 16, 40-752 Katowice
Malczewska Agnieszka Szpital Morski im PCK ul. Powstania Styczniowego 1, 81-519 Gdynia
Maliszewski Zbigniew SPS ZOZ w Lęborku ul. Węgrzynowicza 13, 84-300 Lębork
Mikołajczyk Ewa Wojewódzki Specjalistyczny Szpital Dziecięcy w Kielcach ul. Langiewicza 2, 25-381 Kielce
Misiak Małgorzata Szpital Magodent ul. Fieldorfa 40, 01-999 Warszawa
Młynarski Rafał Szpital Żagiel Med. ul. Tetmajera 21, 20-362 Lublin
Polnik Dariusz Centrum Zdrowia Dziecka w Warszawie Al. Dzieci Polskich 20, 04-730 Warszawa
Sarek Grażyna Wojewódzki Specjalistyczny Szpital Dziecięcy w Kielcach ul. Langiewicza 2, 25-381 Kielce
Sobczyk Agnieszka SKPP ul. Szamarzewskiego 82/84, 61-408 Poznań
Toporek Alicja Świętokrzyskie Centrum Onkologii ul. Artwińskiego 3, 25-734 Kielce
Witkowska Małgorzata Szpital Morski im PCK ul. Powstania Styczniowego 1, 81-519 Gdynia
Wolak Przemysław Świętokrzyskie Centrum Pediatrii ul. Grunwaldzka 45,  25-736 Kielce
Zawadzka Justyna Wojewódzki Specjalistyczny Szpital Dziecięcy w Kielcach ul. Langiewicza 2, 25-381 Kielce
Zawadzki Marcin Świętokrzyskie Centrum Onkologii ul. Artwińskiego 3, 25-734 Kielce

 

Porty dożylne, jako długoterminowy dostęp dożylny o najwyższym poziomie bezpieczeństwa dla chorego, powinny być stosowane w znacznie większym zakresie niż obecnie. Wydaje się, że obecnie nadużywany jest w Polsce obwodowy dostęp dożylny, który ze swej natury nie powinien być stosowany dłużej niż 5-6 dni i który nie powinien służyć do podawania roztworów hiperosmolarnych (większość cytostatyków, preparaty żywienia pozajelitowego) [1,2]. Wśród przyczyn tego stanu możemy wymienić: brak ścisłych rekomendacji dotyczących powszechnego stosowania centralnego dostępu dożylnego (towarzystwa naukowe, konsultanci krajowi), brak tego rodzaju wymagań ze strony płatnika (NFZ, MZ), utrwalone w trakcie kształcenia kadr medycznych i szkoleń specjalizacyjnych zwyczaje. Jeżeli okres leczenia prowadzonego drogą dożylną przekracza miesiąc, należy zapewnić choremu, niezależnie od rodzaju podawanych preparatów, odpowiedni długoterminowy centralny dostęp umożliwiający tę terapię, zaś u pacjenta posiadającego taki dostęp dożylny – unikać wytwarzania innego, np. w celu pobrania badań, prowadzenia żywienia pozajelitowego, czy podania kontrastu podczas badań obrazowych [3]. Porty dożylne, dzięki temu, że jest to dostęp całkowicie implantowany, są urządzeniami, które niosą ze sobą najniższe ryzyko zakażenia [4,5,6,7,8].

Na każdym etapie obsługi portu dożylnego należy postępować z zachowaniem zasad aseptyki. Każda procedura powinna być poprzedzona umyciem rąk oraz dezynfekcją. Wszystkie czynności obsługowe powinny być wykonywane w sterylnych rękawiczkach. W związku z ryzykiem przeniesienia zakażenia drogą kropelkową słusznym wydaje się polecenie pacjentowi, aby odwrócił głowę w przeciwną stronę i choć brak jednoznacznych dowodów z badań, zasadnym wydaje się stosowanie maseczek twarzowych zarówno przez personel medyczny obsługujący porty, jak i przez pacjentów [3].

Do nakłucia portu można stosować wyłącznie igły typu Hubera – są to igły z atraumatycznym, niewycinającym ostrzem, których szlif przebiega wzdłuż osi długiej igły. W zależności od czasu trwania wlewów, jak i lepkości podawanych roztworów należy dobrać odpowiednią igłę do portu. W przypadku wlewów trwających kilka minut możliwe jest użycie prostej lub zakrzywionej igły do portu, która po podaniu leku powinna być niezwłocznie z portu usunięta. W przypadku dłużej trwających wlewów należy stosować specjalne zestawy do przetoczeń z igłą do portu, wyposażone w elementy umożliwiające umocowanie zestawu do powierzchni skóry pacjenta (skrzydełka lub płytki mocujące) oraz dren z zaciskiem. Długość igły powinna być tak dobrana, aby po wkłuciu igły do komory portu, element mocujący oparł się o skórę pacjenta bez potrzeby stosowania gazików, czy gąbek. Jeżeli igła jest za długa, musi być ustabilizowana, tak aby nie mogła wychylać się w porcie [9]. Przewidując przetaczanie przez port emulsji tłuszczowych, preparatów krwiopochodnych, podawanie roztworów kontrastujących w promieniowaniu RTG, należy do nakłucia portu użyć igły o grubości 18-19G, do wlewów roztworów krystaloidów (i środków o zbliżonej lepkości) optymalne będzie użycie igły o grubości 20-22G [9,10].

Przed nakłuciem portu należy obejrzeć skórę w okolicy wszczepienia komory portu. Jeżeli stwierdzone zostaną zmiany zapalne lub uszkodzenie skóry nie wolno używać portu, a pacjenta skierować do lekarza odpowiadającego za opiekę nad cewnikami naczyniowymi. Aby zminimalizować ryzyko uszkodzenia skóry związanego z wielokrotnymi nakłuciami, zaleca się zmienianie miejsca wprowadzenia igły, a gdy sytuacja tego wymaga przesuwanie skóry nad membraną portu [9].

W celu zdezynfekowania skóry zalecane jest trzykrotne przetarcie gazikiem nasączonym środkiem do dezynfekcji skóry obszaru o średnicy minimum 8cm ze środkiem nad membraną portu. Dopuszczalne jest także użycie preparatów w spray’u, ale należy zwrócić uwagę na ryzyko aspiracji wytworzonego aerozolu zarówno przez pacjentów, jak i personel medyczny oraz możliwość niepełnego pokrycia skóry środkiem dezynfekcyjnym [11]. Do dezynfekcji skóry zalecane jest stosowanie 70% roztworu etanolu z chlorheksydyną lub octenidyną [2,12, 13,14]. Czas kontaktu środka dezynfekcyjnego ze skórą nie powinien być krótszy niż 30 sekund [11].W celu zapewnienia aseptyki podczas procedury nakłucia portu zalecamy zastosowanie sterylnego obłożenia [2,3].

Zestaw do przetoczeń / igłę do portu należy z zachowaniem aseptyki połączyć ze strzykawką z solą fizjologiczną i wypełnić roztworem. Ze względu na ciśnienie generowane podczas nacisku na tłok strzykawki i związane z nim ryzyko uszkodzenia cewnika lub rozłączenia układu, zalecane jest stosowanie strzykawek o pojemności minimum 10ml [15,16]. W celu wprowadzenia igły do komory portu, należy uchwycić palcami ręki niedominującej boczne powierzchnie komory portu i drugą ręką wkłuć igłę do komory portu kierując ją prostopadle do membrany. Optymalny przepływ w komorze portu uzyskujemy ustawiając ścięcie igły w kierunku przeciwnym do ujścia cewnika – czyli tak aby dren zestawu do przetoczeń znajdował się w linii wyznaczonej na skórze przez cewnik [17]. Po wkłuciu igły do komory portu należy powoli podać kilka mililitrów roztworu i, jeśli nie wyczuwa się wyraźnego oporu, cofnąć tłok strzykawki aspirując krew do drenu zestawu do przetoczeń do portu. Natychmiast po uzyskaniu refluksu krwi zestaw należy przepłukać solą fizjologiczną. Minimalna objętość jaka powinna być podana, to dwukrotność pojemności zalegania plus objętość innych drenów pomiędzy strzykawką, a portem – w praktyce u pacjentów dorosłych stosuje się płukanie 10 ml soli fizjologicznej [3]. Zalecane jest stosowanie przepływu turbulentnego poprzez przerywane podawanie po ok. 1ml [16].

Igłę wkłutą do portu należy zabezpieczyć sterylnym opatrunkiem foliowym. Opatrunek ma zapewnić utrzymanie sterylności miejsca, w którym igła przechodzi przez skórę i odizolować ją od środowiska zewnętrznego. Igła wkłuta do portu może być używana przez okres maksymalnie 7 dni pod warunkiem codziennej kontroli miejsca nakłucia skóry pod kątem wystąpienia ewentualnego odczynu zapalnego. Aby opatrunek spełniał swoją rolę powinien zatem być przezroczysty i posiadać wysoką paroprzepuszczalność. Jeżeli kontrola miejsca wkłucia igły nie jest możliwa zaleca się wymianę co 2 dni [2,3].

Podczas korzystania z portów należy zapewnić sterylność linii żylnej: unikać rozłączeń, dezynfekować łączniki luer przed ich ponownym połączeniem, stosować łączniki bezigłowe, w sposób aseptyczny przygotowywać wszystkie podawane roztwory, używać wyłącznie sterylnych strzykawek i koreczków luer [9,18]. Prowadząc wlewy przez port dożylny zalecane jest stosowanie zasady: płukanie – lek – płukanie, czyli przed i po podaniu każdego leku przepłukać port solą fizjologiczną [3,16,18].

Pobierając krew przez port należy przepłukać układ solą fizjologiczną, pobrać ok. 5ml krwi i odrzucić, a następnie pobrać krew do badań. Pobierając krew z portu na posiew nie należy wcześniej przepłukiwać układu, ale od razu pobrać materiał do badania mikrobiologicznego [9]. Niezwłocznie po pobraniu krwi należy przepłukać zestaw solą fizjologiczną – zalecane jest stosowanie przepływu turbulentnego.

Kończąc wlewy przez port, układ należy przepłukać solą fizjologiczną. Nie wykazano różnicy w częstości występowania powikłań zakrzepowych w zależności od stosowanego do przepłukiwania portu roztworu heparyny, cytrynianu, czy soli fizjologicznej [19,20,21]. Stwierdzono mniejszą częstość występowania zakażenia cewnika, jeżeli okresowo (raz na tydzień do raz na trzy miesiące) port będzie przepłukiwany roztworem o działaniu przeciwbakteryjnym / przeciwgrzybicznym [12,18,22].

Podczas usuwania igły zalecane jest utrzymywanie dodatniego ciśnienia do czasu aż igła zostanie wycofana z komory portu – kontynuowanie wlewu do momentu, gdy igła w całości schowa się w membranie portu ma na celu uzupełnienie objętości płynu w komorze i zmniejszenie ryzyka zaaspirowania krwi do końcówki cewnika [9,23]. Po wyjęciu igły z portu należy zdezynfekować skórę i zabezpieczyć sterylnym opatrunkiem [9].

Gdy pacjent zakończy leczenie prowadzone drogą dożylną, należy zaproponować mu usunięcie portu. Jeżeli pacjent nie zdecyduje się na usunięcie portu, a nie będzie on regularnie używany, zaleca się okresową kontrolę portu. Nie wykazano, aby płukanie portu co miesiąc, trzy lub cztery wpływało na ryzyko wystąpienia powikłań zakrzepowych [24,25,26]. Wydaje się wręcz, że częstsze płukanie może zwiększać ryzyko zakażenia portu, bo przecież ryzyko takie wpisane jest w każdą procedurę nakłucia portu [18]. Ze względu jednak na możliwość uszkodzenia mechanicznego cewnika, czy rozwoju zakrzepicy żylnej, zalecana jest kontrola portu nie rzadziej niż raz na pół roku i zawsze gdy pojawią się niepokojące pacjenta objawy związane z obecnością portu: zaburzenia rytmu serca, obrzęki kończyn górnych, szyi, poszerzenie skórnych naczyń żylnych, ból.

PIŚMIENNICTWO

  1. Cheung E, Baerlocher MO, Asch M, Myers A. Venous access: A practical review for 2009. Canadian Family Physician. 2009; 55: 494-496.
  2. Guidlines for the Prevenion of Intravascular Catheter-Related Infection 2011: www.cdc.gov.
  3. Flushing Protocols. Infusion Nurses Society (2008, rev.2011): www.ins1.org.
  4. Maki DG, Kluger DM, Crnich CJ. The risk of bloodstream infection in adults with different intravascular devices. Mayo Clin Proc 2006; 81: 1159-1171.
  5. Frasca D, Dahyot-Fizelier C, Mimoz O. Prevention of central venous catheter-related infection in the intensive care unit. Crit Care. 2010; 14: 212. doi: 10.1186/cc8853. Epub 2010 Mar 9.
  6. Ng F, Mastoroudes H, Paul E, et al. A comparison of Hickman line- and Port-a-Cath-associated complications in patients with solid tumours undergoing chemotherapy. Clin Oncol (R Coll Radiol). 2007; 19: 551-556.
  7. Adler A, Yaniv I, Steinberg R, et al. Infectious complications of implantable ports and Hickman catheters in paediatric haematology-oncology patients. J Hosp Infect. 2006; 62: 358-365.
  8. Cotogni P, Pittiruti M, Barbero C, et al. Catheter-Related Complications in Cancer Patients on Home Parenteral Nutrition: A Prospective Study of Over 51,000 Catheter Days. JPEN J Parenter Enteral Nutr. 2013; 37: 375-383.
  9. Młynarski R. Port dożylny. Info Studio, Lublin 2009.
  10. Procedura Obsługi Zaimplantowanego Portu Dożylnego 2015. Polskie Stowarzyszenie Pielęgniarek Onkologicznych: www.pspo.pl.
  11. Schiffer ChA et al. Central Venous Catheter Care for the Patient With Cancer: American Society of Clinical Oncology Clinical Practice Guideline. Journal of Clinical Oncology 2013; 10: 1357-1370.
  12. O’Grady NP, Alexander M, Dellinger EP, et al. Guidelines for the prevention of intravascular catheter-related infections. Atlanta, Georgia 2011.
  13. Maki DG, Ringer M, Alvarado CJ. Prospective randomised trial of povidone-iodine, alcohol, and chlorhexidine for prevention of infection associated with central venous and arterial catheters. Lancet 1991; 338: 339–343.
  14. Mimoz O, Pieroni L, Lawrence C, et al. Prospective, randomized trial of two antiseptic solutions for prevention of central venous or arterial catheter colonization and infection in intensive care unit patients. Crit Care Med 1996; 24: 1818–1823.
  15. Macklin D. What’s physics got to do with it? A review of the physical principles of fluid administration. Journal of Vascular Access Devices. 1999; 4: 7–11.
  16. Goossens GA. Flushing and Locking of Venous Catheters: Available Evidence and Evidence Deficit. Nursing Research and Practice. 2015. doi:10.1155/2015/985686.
  17. Guiffant G, Durussel JJ, Flaud P, et al. Flushing ports of totally implantable venous access devices, and impact of the Huber point needle bevel orientation: experimental tests and numerical computation. Med Devices (Auckl). 2012; 5: 31–37.
  18. Zapobieganie infekcjom związanym z obecnością cewników naczyniowych. Polskie Stowarzyszenie Pielęgniarek Epidemiologicznych 2010: www.pspe.pl.
  19. Dal Molin A., Allara E, Montani D, et al. Flushing the central venous catheter: is heparin necessary? JVascAccess 2014; 15: 241-248.
  20. Bertoglio S, Solari N, Meszaros P, et al. Efficacy of normal saline versus heparinized saline solution for locking catheters of totally implantable long-term central vascular access devices in adult cancer patients. Cancer Nurs. 2012; 35: E35-42.
  21. Goossens G. A., Jérôme M., Janssens C., et al. Comparing normal saline versus diluted heparin to lock non-valved totally implantable venous access devices in cancer patients: a randomised, non-inferiority, open trial. Annals of Oncology 2013; 24: 1892-1899.
  22. Yong L, et al. Taurolidine Lock Solutions for the Prevention of Catheter-Related Bloodstream Infections: A Systematic Review and Meta-Analysis of Randomized Controlled Trials. PLoS One. 2013; 8: e79417.
  23. Lapalu J, et al. Totally implantable port management: impact of positive pressure during needle withdrawal on catheter tip occlusion (an experimental study). J Vasc Access. 2010; 11: 46-51.
  24. Kuo YS, Schwartz B, Santiago J, et al. How Often Should a Port-A-Cath be Flushed? Cancer Invest. 2005; 23: 582–585.
  25. Girda E, Phaeton R, Goldberg l, et al. Extending the interval for port-a-cath maintenance. Modern Chemotherapy. 2013, Vol.2: 15-18.
  26. Ignatov A, Ignatov T, Taran A, et al. Interval between port catheter flushing can be extended to four months. Gynecol Germany Obstet Invest. 2010; 70: 91-94.